СИГНАЛЬНИЙ шляху клітин в онтогенезі тварин
Механізми
виникнення величезної різноманітності клітинних типів і морфологічних форм у
процесі розвитку вищих організмів завжди цікавили біологів різних
спеціальностей. У ранніх дослідах минулого тисячоліття з пересадки тканин від
одних ембріонів другим у багатоклітинних організмів було показано, що провідну
роль у регуляції розвитку тварин грають міжклітинні взаємодії. Було зроблено
припущення про те, що шляхи розвитку клітин регулюються секретується
сигнальними молекулами, і взаємодія ембріональних закладок через
детермінацію та диференціювання приводить до формообразовательному ефекту. У
останні два десятиліття генетики та біохіміки значно просунулися в
вивченні процесів розповсюдження інформації в онтогенезі (Гілберт, 1995;
Корочкін, 1999; Jonhston, Gallant, 2002).
Роль сигнальних систем у розвитку організмів та їх
властивості
Добре
показано, що в розвиваються ембріонах різних представників хребетних і
безхребетних тварин міжклітинні взаємодії координуються набором
сигнальних шляхів. Більшу частину міжклітинних сигналів передає невелике число
різною мірою вивчених основних сигнальних каскадів генів, пов'язаних з
активністю певних сигнальних молекул (лігандів, рецепторів тощо) і
отримали відповідні позначення (Mumm, Kopan, 2000; Тарчевскій, 2002;
Сєров, 2003; Pires-daSilva, 2003). Серед них сигнальні шляхи Hh (Hedgehog) (Ingham,
McMahon, 2001); Wnt (wingless) (Cadigan, Nusse, 1997); Notch (Mumm, Kopan,
2000); ростових факторів: TGF-? (Massague, Chen, 2000), EGFR (Freeman, 2002),
RTK (Шемарова, 2003), JAK/STAT (Luo, Dearolf, 2001); ядерних рецепторів
гормонів (Glass, Rosenfeld, 2002). Прототипи різних багатокомпонентних
сигнальних систем з високим ступенем гомології молекулярних механізмів передачі
сигналу можна знайти вже у прокаріотів та нижчих еукаріотів. При переході до
багатоклітинних еукаріотів сигнальні білки зазнають структурні зміни,
утворюють білкові комплекси; підвищується ефективність сигнальної трансдукції
(Шемарова, 2003; Шпаков та ін, 2003).
Незважаючи
на різні кінцеві результати детермінації і диференціювання в онтогенезі
безхребетних і хребетних, спостерігається консерватизм у розгортанні одного і
того ж сигнального каскаду у різних живих організмів. У геномах різних видів
гени, які контролюють розвиток, еволюційно консервативні і мають подібні
функції. Наприклад, сигнальна система Hh, в якій секретується лігандами
є білки сімейства Hedgehog, виявлена у людини, миші, курки,
жаби, риби, морського їжака, п'явки і комах (Ingham, McMahon, 2001).
Wnt-шлях також широко поширений серед тварин. Білки Wnt складають одне
з найбільших родин сигнальних молекул у людини, миші, жаби,
Caenorhabditis elegans, дрозофіли (Cadigan, Nusse, 1997; Baonza, Freeman,
2002).
Поряд
з жорстким консерватизмом генні сигнальні системи мають високий ступінь
гнучкості у відповідях на міжклітинні сигнали. Кожна з них неодноразово
включається в різних тканинах протягом розвитку індивідуумів, регулюючи
просторове і тимчасовий поділ експресії генів, що визначають
різні долі клітин. Так, білки сімейства Hh вважаються учасниками
клітинної детермінації і диференціювання, ділення клітин, посередниками багатьох
основних процесів ембріонального росту і розвитку. У хребетних розвиток
тільки невеликого числа морфологічних відділів тіла не піддається впливу
Hh-сигналу (Ingham, McMahon, 2001). У дрозофіли Hh-білки експресуються в
клітинах заднього відділу кожного імагінального диска. Їм належить центральна
роль у ембріональному розвитку крила,
очі, кінцівок, гонад, черевця, кишки і трахеї (Mohler, Vani, 1992; Zhang,
Kalderon, 2000; Glazer, Shilo, 2001). У той же час члени сімейства білків Wnt
беруть участь у різних процесах розвитку. У дрозофіли вони необхідні для
?
приклади генетичних взаємодій між Notch і Delta (Doherty et al., 1996;
Lawrence et al., 2000; Губенко, 2001).
плейотропних
прояв характерно для мутацій іншого гена Notch-каскаду, Serrate. У
гомозиготному стані мутанти Ser зазвичай гинуть на личинкової стадії через
серйозних морфологічних дефектів ЦНС, не розвинених дихальців, різко зменшеного
у розмірі Крилової примордіїв. У рідко виживають дорослих гомозиготних мух
видно рудиментарні крила і повністю зредуковані гальтери, зменшені і
грубі за рахунок зниження числа і порядку розташування омматідіев очі.
Виникнення Ser-гомозиготних клонів в імагінальном Криловим диску
супроводжується появою протяжних вирізок в різних районах крила у дорослих
мух (Speicher et al., 1994). Serrate і Notch впливають на
фенотипічні прояв один одного. Наприклад, одна доза домінантної мутації
SerD викликає у дорослих мух вирізки крил, що нагадують
фенотип notchoid (nd), рецесивних алелі локусу Notch. У самців генотипу
nd/Y; SerD/+ мутантний фенотип посилюється, зникають передній
і задній краї крила і тканина дистальної частини пластини крила. Додаткова
копія алелі дикого типу Notch нормалізує фенотип у мух SerD
(Fleming et al., 1990).
Ще
один учасник Notch-пути з плейотропних дією, локус Hairless, задіяний
у розвитку центральної і периферичної нервової системи, крил і очей.
Зменшення функції Hairless викликає формування дефектних макрохет або повну
їх редукцію, вкорочення жилок крила, відсутність щетинок на крилах і між
омматідіямі очей. Підвищена експресія Hairless у трансгенних мух викликає
освіта додаткових щетинок. Відзначено фенотипічні подібність між
Hairless-мутаціями з втратою функції і Notch-мутаціями з підвищеною функцією
(Lyman et al., 1995). Supressor of Hairless отримав свою назву на підставі
генетичного взаємодії з Hairless. Фенотип, контрольований H-алелями,
домінантно пригнічується алелями з втратою функції і посилюється дуплікації
або алелями з підвищеною функцією локусу Su (H). Мутації Su (H) з підвищеною
функцією викликають порушення очей, характерні для faсet (fa), рецесивним
алелі локусу Notch, і поява вирізок на крилах, як у гетерозигот Nts1/fag2
розвитку при температурі 23 ° С. Такі Su (H)-аллели модифікують фенотип nd
і Ax, збільшуючи вирізки і скорочуючи жилки на крилах. Ділок Su (H) пригнічує
освіта потовщень жилок крила у самок, мутантних по Delta, і гемізіготних
по deltex самців. Посилена функлігандами. Що утворюється після цього
за допомогою дисульфідних містків димер Notch втрачає внутрішню частину
EGF-повторів в позаклітинній домені (Pan, Rubin, 1997). Інші припускають,
що Kuz на поверхні секретирующих клітин бере участь у процессингу Delta,
свобождающем його позаклітинний домен для зв'язування з Notch (Qi et al., 1999).
Характер генетичних взаємодій kuz і N, Ser, E (spl) m8 і H, дозволив
припустити, що трансмембранний Kuz бере участь в ланцюзі передачі Notch-сигналу
на стадії, що передує Su (H). Kuz експресується в ембріональній
нейроектодерме та дорослих очному імагінальном диск.
На
наступному етапі процесингу рецептора спостерігається розщеплення у
внутрімембранном домені білка або в безпосередній близькості від мембрани. На
підставі отриманих на сьогоднішній день даних кращим кандидатом на участь у
це внутрімембранном розщепленні вважається фермент Presenilin (PS). Відомо,
що білки PS і Notch фізично асоціюють між собою і утворюють комплекс в
клітинній мембрані (Ray et al., 1999). Іммуноокрашіваніе PS-і
нормальних очних дисків показує, що субклітинному локалізація і
розподіл Notch і Delta y них приблизно однакові. У той час як рівень
Notch-білка і його локалізація в клітинній мембрані у PS - ембріонів
не відрізняється від дикого типу, транспорт внутрішньоклітинної частини Notch в ядро залежить
від генотипу за PS. Використання конструкцій з сигнальними генами показало, що
активована форма Nint, в якій делетіровани позаклітинна і
трансмембранний частини білка, досягає ядер під час відсутності активності PS. Білок NEGF,
в якому був знищений тільки позаклітинний район, не накопичується в ядрах PS - ембріонів
(Ye et al., 1999; Mumm, Kopan, 2000; Struhl, Greenwald, 2001). У результаті
контрольованого ферментом PS протеолізіса в районі внутрімембранного домену
внутрішньоклітинна частина білка Notch звільняється від мембрани і набуває
здатність пересуватися і доставляти сигнал в ядро (Struhl, Adashi, 1998;
Mumm, Kopan, 2000). У свою чергу, екстраклеточний домен білка Notch
піддається транс-ендоцитозу в клітинах, експресуються ліганд (Parks et al.,
2000).
Активоване
внутрішньоклітинний домен білка рецептора Notch за участю анкірінових сdc10
повторів зв'язується з регуляторами транскрипції групи CSL (CBF1, Su (H),
Lag-1), до яких відноситься Su (H) у Drosophila melanogaster. Білок Su (H) в
культурі клітин S2, що несуть конструкцію з повнорозмірної копією Su (H),
локалізується переважно в ядрі. Після одночасної трансфекції в S2
повнорозмірних копій генів Su (H) і Notch білки Su (H) і Notch виявляються в
цитоплазмі з однаковою варіацією їх відносних рівнів у різних частинах
клітини. У разі коли трансфекція виконана з використанням
послідовності Notch-локусу, делетірованной по сdc10-району, колокалізація
білків не спостерігається і Su (H) спочатку концентрується в ядрі. У системі
трансформованих дріжджів повнорозмірний білок Su (H) асоціюється з
внутрішньоклітинним сегментом Notch, якщо тільки він містить всі 6 cdc10-повторів.
У змішаній S2 культурі, коли клітини, експресуються Su (H) і Notch,
агрегується з клітинами, експресуються Dl, цитоплазматична локалізують
